N-Терминальный фрагмент сердечного миозин-связывающего белка с модулирует кооперативные механизмы активации тонкой нити предсердий и желудочков

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Сердечный миозин-связывающий белок С (cMyBP-C) – один из важных элементов контроля цикла миозинового мостика. С-Терминальная часть cMyBP-C располагается на поверхности толстой нити, а N-концевая часть cMyBP-C взаимодействует с актином, миозином и тропомиозином, влияя как на кинетику цикла гидролиза ATP и время жизни поперечного мостика, так и на кальциевую регуляцию актин-миозинового взаимодействия, модулируя тем самым сократительную функцию миокарда. Роль cMyBP-C в сокращении предсердий практически не изучена. Мы исследовали влияние N-терминального C0-С1-m-C2 (С0-С2) фрагмента cMyBP-C на актин-миозиновое взаимодействие, используя предсердный и желудочковый миозин в in vitro подвижной системе. Фрагмент С0-С2 cMyBP-C существенно снижал максимальную скорость скольжения тонких нитей по обеим изоформам миозина и увеличивал кальциевую чувствительность актин-миозинового взаимодействия. Фрагмент С0-С2 по-разному влиял на кинетику обмена нуклеотидов, ATP и ADP, увеличивая аффинность желудочкового миозина к ADP и уменьшая аффинность предсердного миозина. Влияние фрагмента С0-С2 на активацию тонкой нити зависело от изоформ миозина. Предсердный миозин слабее активирует тонкую нить, чем желудочковый, а фрагмент С0-С2 делает эти различия изоформ миозина более выраженными.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. М. Кочурова

Инcтитут иммунологии и физиологии УpО PАН

Email: dvshchepkin@gmail.com
Россия, 620049 Екатеpинбуpг

Е. А. Бельдия

Инcтитут иммунологии и физиологии УpО PАН; УрФУ имени первого Президента России Б.Н. Ельцина

Email: dvshchepkin@gmail.com
Россия, 620049 Екатеpинбуpг; 620002 Екатеpинбуpг

В. В. Нефёдова

ФИЦ «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН

Email: dvshchepkin@gmail.com

Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН

Россия, 119071 Москва

Н. С. Рябкова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова; ООО «Хайтест»

Email: dvshchepkin@gmail.com

биологический факультет, кафедра биохимии

Россия, 119234 Москва; 20520 Турку, Финляндия

Д. С. Ямпольская

ФИЦ «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН

Email: dvshchepkin@gmail.com

Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН

Россия, 119071 Москва

А. М. Матюшенко

ФИЦ «Фундаментальные основы биотехнологии» РАН

Email: dvshchepkin@gmail.com

Институт биохимии им. А.Н. Баха РАН

Россия, 119071 Москва

С. Ю. Бершицкий

Инcтитут иммунологии и физиологии УpО PАН

Email: dvshchepkin@gmail.com
Россия, 620049 Екатеpинбуpг

Г. В. Копылова

Инcтитут иммунологии и физиологии УpО PАН

Email: dvshchepkin@gmail.com
Россия, 620049 Екатеpинбуpг

Д. В. Щепкин

Инcтитут иммунологии и физиологии УpО PАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: dvshchepkin@gmail.com
Россия, 620049 Екатеpинбуpг

Список литературы

  1. Nagayama, T., Takimoto, E., Sadayappan, S., Mudd, J. O., Seidman, J. G., Robbins, J., and Kass, D. A. (2007) Control of in vivo left ventricular [correction] contraction/relaxation kinetics by myosin binding protein C: protein kinase A phosphorylation dependent and independent regulation, Circulation, 20, 2399-2408, doi: 10.1161/ CIRCULATIONAHA.107.706523.
  2. Palmer, B. M., Georgakopoulos, D., Janssen, P. M., Wang, Y., Alpert, N. R., Belardi, D. F., Harris, S. P., Moss, R. L., Burgon, P. G., Seidman, C. E., Seidman, J. G., Maughan, D. W., and Kass, D. A. (2004) Role of cardiac myosin binding protein C in sustaining left ventricular systolic stiffening, Circ. Res., 94, 1249-1255, doi: 10.1161/01.RES.0000126898.95550.31.
  3. Janssen, P. M. (2010) Kinetics of cardiac muscle contraction and relaxation are linked and determined by properties of the cardiac sarcomere, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 299, 1092-1099, doi: 10.1152/ajpheart.00417.2010.
  4. Fazlollahi, F., Santini Gonzalez, J. J., Repas, S. J., Canan, B. D., Billman, G. E., and Janssen, P. M. L. (2021) Contraction-relaxation coupling is unaltered by exercise training and infarction in isolated canine myocardium, J. Gen. Physiol., 153, e202012829, doi: 10.1085/jgp.202012829.
  5. Barefield, D., and Sadayappan, S. (2010) Phosphorylation and function of cardiac myosin binding protein-C in health and disease, J. Mol. Cell. Cardiol., 48, 866-875, doi: 10.1016/j.yjmcc.2009.11.014.
  6. Previs, M. J., Mun, J. Y., Michalek, A. J., Previs, S. B., Gulick, J., Robbins, J., Saber, D. M., and Craig, R. (2016) Phosphorylation and calcium antagonistically tune myosin-binding protein C’s structure and function, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 3239-3244, doi: 10.1073/pnas.1522236113.
  7. Kumar, M., Haghigh, I. K., Kranias, E. G., and Sadayappan, S. (2020) Phosphorylation of cardiac myosin-binding protein-C contributes to calcium homeostasis, J. Biol. Chem., 295, 11275-11291, doi: 10.1074/jbc.RA120.013296.
  8. Huang, X., Torre, I., Chiappi, M., Yin, Z., Vydyanath, A., Cao, S., Raschdorf, O., Beeby, M., Quigley, B., de Tombe, P. P., Liu, J., Morris, E. P., and Luther, P. K. (2023) Cryo-electron tomography of intact cardiac muscle reveals myosin binding protein-C linking myosin and actin filaments, J. Muscle Res. Cell Motil., 44, 165-178, doi: 10.1007/ s10974-023-09647-3.
  9. Suay-Corredera, C., and Alegre-Cebollada, J. (2022) The mechanics of the heart: zooming in on hypertrophic cardiomyopathy and cMyBP-C, FEBS Lett., 596, 703-746, doi: 10.1002/1873-3468.14301.
  10. Dutta, D., Nguyen, V., Campbell, K. S., Padrón, R., and Craig, R. (2023) Cryo-EM structure of the human cardiac myosin filament, Nature, 623, 853-862, doi: 10.1038/s41586-023-06691-4.
  11. Gruen, M., and Gautel, M. (1999) Mutations in β-myosin S2 that cause familial hypertrophic cardiomyopathy (FHC) abolish the interaction with the regulatory domain of myosin binding protein-C, J. Mol. Biol., 286, 933-949, doi: 10.1006/jmbi.1998.2522.
  12. Kulikovskaya, I., McClellan, G., Flavigny, J., Carrier, L., and Winegrad, S. (2003) Effect of MyBP-C binding to actin on contractility in heart muscle, J. Gen. Physiol., 122, 761-774, doi: 10.1085/jgp.200308941.
  13. Whitten, A. E., Jeffries, C. M., Harris, S. P., and Trewhella, J. (2008) Cardiac myosin-binding protein C decorates F-actin: implications for cardiac function, Proc. Natl Acad. Sci. USA, 105, 18360-18365, doi: 10.1073/pnas.0808903105.
  14. Shaffer, J. F., Kensler, R. W., and Harris, S. P. (2009) The myosin-binding protein C motif binds to F-actin in a phosphorylation-sensitive manner, J. Biol. Chem., 284, 12318-12327, doi: 10.1074/jbc.M808850200.
  15. Orlova, A., Galkin, V. E., Jeffries, C. M., Egelman, E. H., and Trewhella, J. (2011) The N-terminal domains of myosin binding protein C can bind polymorphically to F-actin, J. Mol. Biol., 412, 379-386, doi: 10.1016/j.jmb.2011.07.056.
  16. Bhuiyan, M. S., McLendon, P., James, J., Osinska, H., Gulick, J., Bhandary, B., Lorenz, J. N., and Robbins, J. (2016) In vivo definition of cardiac myosin-binding protein C’s critical interactions with myosin, Pflugers Arch., 468, 1685-1695, doi: 10.1007/s00424-016-1873-y.
  17. Tamborrini, D., Wang, Z., Wagner, T., Tacke, S., Stabrin, M., Grange, M., Kho, A. L., Rees, M., Bennett, P., Gautel, M., and Raunser, S. (2023) Structure of the native myosin filament in the relaxed cardiac sarcomere, Nature, 623, 863-871, doi: 10.1038/s41586-023-06690-5.
  18. Ponnam, S., and Kampourakis, T. (2022) Microscale thermophoresis suggests a new model of regulation of cardiac myosin function via interaction with cardiac myosin-binding protein C, J. Biol. Chem., 298, 101485, doi: 10.1016/ j.jbc.2021.101485.
  19. Doh, C. Y., Bharambe, N., Holmes, J. B., Dominic, K. L., Swanberg, C. E., Mamidi, R., Chen, Y., Bandyopadhyay, S., Ramachandran, R., and Stelzer, J. E. (2022) Molecular characterization of linker and loop-mediated structural modulation and hinge motion in the C4-C5 domains of cMyBPC, J. Struct. Biol., 214, 107856, doi: 10.1016/j.jsb. 2022.107856.
  20. Sadayappan, S., and de Tombe, P. P. (2012) Cardiac myosin binding protein-C: redefining its structure and function, Biophys. Rev., 4, 93-106, doi: 10.1007/s12551-012-0067-x.
  21. Walcott, S., Docken, S., and Harris, S. P. (2015) Effects of cardiac Myosin binding protein-C on actin motility are explained with a drag-activation-competition model, Biophys. J., 108, 10-13, doi: 10.1016/j.bpj.2014.11.1852.
  22. Colson, B. A., Thompson, A. R., Espinoza-Fonseca, L. M., and Thomas, D. D. (2016) Site-directed spectroscopy of cardiac myosin-binding protein C reveals effects of phosphorylation on protein structural dynamics, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 3233-3238, doi: 10.1073/pnas.1521281113.
  23. Moss, R. L. (2016) Cardiac myosin-binding protein C: a protein once at loose ends finds its regulatory groove, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 3133-3135, doi: 10.1073/pnas.1602568113.
  24. Risi, C., Belknap, B., Forgacs-Lonart, E., Harris, S. P., Schröder, G. F., White, H. D., and Galkin, V. E. (2018) N-Terminal domains of cardiac myosin binding protein C cooperatively activate the thin filament, Structure, 26, 1604-1611.e4, doi: 10.1016/j.str.2018.08.007.
  25. Harris, S. P., Belknap, B., Van Sciver, R. E., White, H. D., and Galkin, V. E. (2016) C0 and C1 N-terminal Ig domains of myosin binding protein C exert different effects on thin filament activation, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 113, 1558-1563, doi: 10.1073/pnas.1518891113.
  26. Mun, J. Y., Previs, M. J., Yu, H. Y., Gulick, J., Tobacman, L. S., Beck Previs, S., Robbins, J., Warshaw, D. M., and Craig, R. (2014) Myosin-binding protein C displaces tropomyosin to activate cardiac thin filaments and governs their speed by an independent mechanism, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 111, 2170-2175, doi: 10.1073/pnas.1316001111.
  27. Inchingolo, A. V., Previs, S. B., Previs, M. J., Warshaw, D. M., and Kad, N. M. (2019) Revealing the mechanism of how cardiac myosin-binding protein C N-terminal fragments sensitize thin filaments for myosin binding, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 116, 6828-6835, doi: 10.1073/pnas.1816480116.
  28. Stelzer, J. E., Fitzsimons, D. P., and Moss, R. L. (2006) Ablation of myosin-binding protein-C accelerates force development in mouse myocardium, Biophys. J., 90, 4119-4127, doi: 10.1529/biophysj.105.078147.
  29. Stelzer, J. E., Patel, J. R., and Moss, R. L. (2006) Protein kinase A-mediated acceleration of the stretch activation response in murine skinned myocardium is eliminated by ablation of cMyBP-C, Circ Res., 99, 884-890, doi: 10.1161/ 01.RES.0000245191.34690.66.
  30. Napierski, N. C., Granger, K., Langlais, P. R., Moran, H. R., Strom, J., Touma, K., and Harris, S. P. (2020) A novel “Cut and Paste” method for in situ replacement of cMyBP-C reveals a new role for cMyBP-C in the regulation of contractile oscillations, Circ. Res., 126, 737-749, doi: 10.1161/CIRCRESAHA.119.315760.
  31. Razumova, M. V., Bezold, K. L., Tu, A. Y., Regnier, M., and Harris, S. P. (2008) Contribution of the myosin binding protein C motif to functional effects in permeabilized rat trabeculae, J. Gen. Physiol., 132, 575-585, doi: 10.1085/jgp.200810013.
  32. Razumova, M. V., Shaffer, J. F., Tu, A. Y., Flint, G. V., Regnier, M., and Harris, S. P. (2006) Effects of the N-terminal domains of myosin binding protein-C in an in vitro motility assay: evidence for long-lived cross-bridges, J. Biol. Chem., 281, 35846-35854, doi: 10.1074/jbc.M606949200.
  33. Saber, W., Begin, K. J., Warshaw, D. M., and VanBuren, P. (2008) Cardiac myosin binding protein-C modulates actomyosin binding and kinetics in the in vitro motility assay, J. Mol. Cell Cardiol., 44, 1053-1061, doi: 10.1016/ j.yjmcc.2008.03.012.
  34. Shchepkin, D. V., Kopylova, G. V., Nikitina, L. V., Katsnelson, L. B., and Bershitsky, S. Y. (2010) Effects of cardiac myosin binding protein-C on the regulation of interaction of cardiac myosin with thin filament in an in vitro motility assay, Biochem. Biophys. Res. Commun., 401, 159-163, doi: 10.1016/j.bbrc.2010.09.040.
  35. Chandler, J., Treacy, C., Ameer-Beg, S., Ehler, E., Irving, M., and Kampourakis, T. (2012) In situ FRET-based localization of the N terminus of myosin binding protein-C in heart muscle cells, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 120, e2222005120, doi: 10.1073/pnas.2222005120.
  36. Nelson, S., Beck-Previs, S., Sadayappan, S., Tong, C., and Warshaw, D. M. (2023) Myosin-binding protein C stabilizes, but is not the sole determinant of SRX myosin in cardiac muscle, J. Gen. Physiol., 155, e202213276, doi: 10.1085/jgp.202213276.
  37. Moss, R. L., Fitzsimons, D. P., and Ralphe, J. C. (2015) Cardiac MyBP-C regulates the rate and force of contraction in mammalian myocardium, Circ. Res., 116, 183-192, doi: 10.1161/CIRCRESAHA.116.300561.
  38. De Lange, W. J., Grimes, A. C., Hegge, L. F., and Ralphe, J. C. (2013) Ablation of cardiac myosin-binding protein-C accelerates contractile kinetics in engineered cardiac tissue, J. Gen. Physiol., 141, 73-84, doi: 10.1085/jgp.201210837.
  39. McNamara, J. W., Singh, R. R., and Sadayappan, S. (2019) Cardiac myosin binding protein-C phosphorylation regulates the super-relaxed state of myosin, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 116, 11731-11736, doi: 10.1073/pnas.1821660116.
  40. Tanner, B. C., Wang, Y., Robbins, J., and Palmer, B. M. (2014) Kinetics of cardiac myosin isoforms in mouse myocardium are affected differently by presence of myosin binding protein-C, J. Muscle Res. Cell Motil., 35, 267-278, doi: 10.1007/s10974-014-9390-0.
  41. Tanner, B. C. W., Previs, M. J., Wang, Y., Robbins, J., and Palmer, B. M. (2021) Cardiac myosin binding protein-C phosphorylation accelerates β-cardiac myosin detachment rate in mouse myocardium, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 320, H1822-H1835, doi: 10.1152/ajpheart.00673.2020.
  42. Wang, L., Sadayappan, S., and Kawai, M. (2014) Cardiac myosin binding protein C phosphorylation affects cross-bridge cycle’s elementary steps in a site-specific manner, PLoS One, 9, e113417, doi: 10.1371/journal.pone.0113417.
  43. Gordon, A. M., Homsher, E., and Regnier, M. (2000) Regulation of contraction in striated muscle, Physiol. Rev., 80, 853-924, doi: 10.1152/physrev.2000.80.2.853.
  44. Gorga, J. A., Fishbaugher, D. E., and VanBuren, P. (2003) Activation of the calcium-regulated thin filament by myosin strong binding, Biophys. J., 85, 2484-2491, doi: 10.1016/S0006-3495(03)74671-2.
  45. Narolska, N. A., Eiras, S., van Loon, R. B., Boontje, N. M., Zaremba, R., Spiegelen Berg, S. R., Stooker, W., Huybregts, M. A., Visser, F. C., van der Velden, J., and Stienen, G. J. (2005) Myosin heavy chain composition and the economy of contraction in healthy and diseased human myocardium, J. Muscle Res. Cell Motil., 26, 39-48, doi: 10.1007/ s10974-005-9005-x.
  46. Morano, I. (1999) Tuning the human heart molecular motors by myosin light chains, J. Mol. Med., 77, 544-555, doi: 10.1007/s001099900031.
  47. Yamashita, H., Sugiura, S., Fujita, H., Yasuda, S., Nagai, R., Saeki, Y., Sunagawa, K., and Sugi, H. (2003) Myosin light chain isoforms modify force-generating ability of cardiac myosin by changing the kinetics of actin-myosin interaction, Cardiovasc. Res., 60, 580-588, doi: 10.1016/j.cardiores.2003.09.011.
  48. Shchepkin, D. V., Nikitina, L. V., Bershitsky, S. Y., and Kopylova, G. V. (2017) The isoforms of α-actin and myosin affect the Ca2+ regulation of the actin-myosin interaction in the heart, Biochem. Biophys. Res. Commun., 490, 324-329, doi: 10.1016/j.bbrc.2017.06.043.
  49. Kopylova, G., Nabiev, S., Nikitina, L., Shchepkin, D., and Bershitsky, S. (2016) The properties of the actin-myosin interaction in the heart muscle depend on the isoforms of myosin but not of α-actin, Biochem. Biophys. Res. Commun., 476, 648-653, doi: 10.1016/j.bbrc.2016.06.013.
  50. Kopylova, G. V., Berg, V. Y., Kochurova, A. M., Matyushenko, A. M., Bershitsky, S. Y., and Shchepkin, D. V. (2022) The effects of the tropomyosin cardiomyopathy mutations on the calcium regulation of actin-myosin interaction in the atrium and ventricle differ, Biochem. Biophys. Res. Commun., 588, 29-33, doi: 10.1016/j.bbrc.2021.12.051.
  51. Pohlmann, L., Kröger, I., Vignier, N., Schlossarek, S., Krämer, E., Coirault, C., Sultan, K. R., El-Armouche, A., Winegrad, S., Eschenhagen, T., and Carrier, L. (2007) Cardiac myosin-binding protein C is required for complete relaxation in intact myocytes, Circ. Res., 101, 928-938, doi: 10.1161/CIRCRESAHA.107.158774.
  52. El-Armouche, A., Boknik, P., Eschenhagen, T., Carrier, L., Knaut, M., Ravens, U., and Dobrev, D. (2006) Molecular determinants of altered Ca2+ handling in human chronic atrial fibrillation, Circulation, 114, 670-680, doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.106.636845.
  53. Wakili, R., Yeh, Y. H., Yan Qi, X., Greiser, M., Chartier, D., Nishida, K., Maguy, A., Villeneuve, L.-R., Boknik, P., Voigt, N., Krysiak, J., Kääb, S., Ravens, U., Linke, W. A., Stienen, G. J. M., Shi, Y., Tardif, J.-C., Schotten, U., Dobrev, D., and Nattel, S. (2010) Multiple potential molecular contributors to atrial hypocontractility caused by atrial tachycardia remodeling in dogs, Circ. Arrhythm. Electrophysiol., 3, 530-541, doi: 10.1161/CIRCEP.109.933036.
  54. Butova, X., Myachina, T., Simonova, R., Kochurova, A., Mukhlynina, E., Kopylova, G., Shchepkin, D., and Khokhlova, A. (2023) The inter-chamber differences in the contractile function between left and right atrial cardiomyocytes in atrial fibrillation in rats, Front. Cardiovasc. Med., 10, 1203093, doi: 10.3389/fcvm.2023.1203093.
  55. Margossian, S. S., and Lowey, S. (1982) Preparation of myosin and its subfragments from rabbit skeletal muscle, Methods Enzymol., 85, 55-71, doi: 10.1016/0076-6879(82)85009-x.
  56. Reiser, P. J., and Kline, W. O. (1998) Electrophoretic separation and quantitation of cardiac myosin heavy chain isoforms in eight mammalian species, Am. J. Physiol., 274, 1048-1053, doi: 10.1152/ajpheart.1998.274.3.H1048.
  57. Pardee, J. D., and Spudich, J. A. (1982) Purification of muscle actin, Methods Enzymol., 85, 164-181, doi: 10.1016/0076-6879(82)85020-9.
  58. Mashanov, G. I., and Molloy, J. E. (2007) Automatic detection of single fluorophores in live cells, Biophys. J., 92, 2199-2211, doi: 10.1529/biophysj.106.081117.
  59. Deacon, J. C., Bloemink, M. J., Rezavandi, H., Geeves, M. A., and Leinwand, L. A. (2012) Identification of functional differences between recombinant human α and β cardiac myosin motors, Cell. Mol. Life Sci., 69, 2261-2277, doi: 10.1007/s00018-012-0927-3.
  60. Walklate, J., Ferrantini, C., Johnson, C. A., Tesi, C., Poggesi, C., and Geeves, M. A. (2021) Alpha and beta myosin isoforms and human atrial and ventricular contraction, Cell. Mol. Life Sci., 78, 7309-7337, doi: 10.1007/ s00018-021-03971-y.
  61. Homsher, E., Nili, M., Chen, I. Y., and Tobacman, L. S. (2003) Regulatory proteins alter nucleotide binding to acto-myosin of sliding filaments in motility assays, Biophys. J., 85, 1046-1052, doi: 10.1016/S0006-3495(03)74543-3.
  62. Tian, R., Christe, M. E., Spindler, M., Hopkins, J. C., Halow, J. M., Camacho, S. A., and Ingwall, J. S. (1997) Role of MgADP in the development of diastolic dysfunction in the intact beating rat heart, J. Clin. Invest., 99, 745-751, doi: 10.1172/JCI119220.
  63. Sequeira, V., Najafi, A., McConnell, M., Fowler, E. D., Bollen, I. A., Wüst, R. C., dos Remedios, C., Helmes, M., White, E., Stienen, G. J., Tardiff, J., Kuster, D. W., and van der Velden, J. (2015) Synergistic role of ADP and Ca2+ in diastolic myocardial stiffness, J. Physiol., 593, 3899-3916, doi: 10.1113/JP270354.
  64. Sugiura, S., Kobayakawa, N., Fujita, H., Yamashita, H., Momomura, S., Chaen, S., Omata, M., and Sugi, H. (1998) Comparison of unitary displacements and forces between 2 cardiac myosin isoforms by the optical trap technique: molecular basis for cardiac adaptation, Circ. Res., 82, 1029-1034, doi: 10.1161/01.res.82.10.1029.
  65. Palmiter, K. A., Tyska, M. J., Dupuis, D. E., Alpert, N. R., and Warshaw, D. M. (1999) Kinetic differences at the single molecule level account for the functional diversity of rabbit cardiac myosin isoforms, J. Physiol., 519, 669-678, doi: 10.1111/j.1469-7793.1999.0669n.x.
  66. Ratti, J., Rostkova, E., Gautel, M., and Pfuhl, M. (2011) Structure and interactions of myosin-binding protein C domain C0: cardiac-specific regulation of myosin at its neck? J. Biol. Chem., 286, 12650-12658, doi: 10.1074/ jbc.M110.156646.
  67. Nabiev, S. R., Kopylova, G. V., and Shchepkin, D. V. (2019) The effect of cardiac myosin-binding protein c on calcium regulation of the actin–myosin interaction depends on myosin light chain isoforms, Mol. Biophys., 64, 690-693, doi: 10.1134/S000635091905018X.
  68. McKillop, D. F., and Geeves, M. A. (1993) Regulation of the interaction between actin and myosin subfragment 1: evidence for three states of the thin filament, Biophys. J., 65, 693-701, doi: 10.1016/S0006-3495(93)81110-X.
  69. Matyushenko, A. M., Shchepkin, D. V., Kopylova, G. V., Bershitsky, S. Y., and Levitsky, D. I. (2020) Unique functional properties of slow skeletal muscle tropomyosin, Biochimie, 174, 1-8, doi: 10.1016/j.biochi.2020.03.013.
  70. Papp, Z., Szabó, A., Barends, J. P., and Stienen, G. J. (2002) The mechanism of the force enhancement by MgADP under simulated ischaemic conditions in rat cardiac myocytes, J. Physiol., 543, 177-189, doi: 10.1113/ jphysiol.2002.022145.
  71. Cha, Y. M., Dzeja, P. P., Shen, W. K., Jahangir, A., Hart, C. Y., Terzic, A., and Redfield, M. M. (2003) Failing atrial myocardium: energetic deficits accompany structural remodeling and electrical instability, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 284, H1313-H1320, doi: 10.1152/ajpheart.00337.2002.
  72. Shimura, D., Nakai, G., Jiao, Q., Osanai, K., Kashikura, K., Endo, K., Soga, T., Goda, N., and Minamisawa, S. (2012) Metabolomic profiling analysis reveals chamber-dependent metabolite patterns in the mouse heart, Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol., 305, H494-H505, doi: 10.1152/ajpheart.00867.2012.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Электрофореграммы препарата С0-С2-фрагмента сMyBP-C и тяжёлых цепей миозина. а – Электрофореграмма препарата С0-С2-фрагмента сMyBP-C: 1 – маркер молекулярной массы; 2 – препарат фрагмента С0-С2. б – Электрофореграмма для определения состава изоформ тяжёлых цепей миозина. ПААГ окрашен SYPRO Ruby («Thermo Fisher Scientific», США). Изображение получено с помощью денситометра GS-800 («Bio-Rad», США). ТЦМ – тяжёлые цепи миозина; 1 – миозин из левого желудочка; 2 – маркер молекулярной массы («Mark12™ Unstained Standard, Invitrogen™», США); 3 – миозин из левого предсердия

Скачать (95KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние 500 нМ С0-С2-фрагмента cMyBP-C на Са2+-зависимость скорости скольжения тонких нитей по предсердному (а) и желудочковому (б) миозину в in vitro подвижной системе. Экспериментальные данные (среднее значение ± стандартное отклонение) аппроксимированы уравнением Хилла (1), параметры уравнения приведены в табл. 2

Скачать (156KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние C0-C2-фрагмента cMyBP-C на зависимость скорости скольжения тонких нитей от концентрации предсердного (а) и желудочкового (б) миозина в in vitro подвижной системе. Экспериментальные значения скоростей (среднее значение ± стандартное отклонение) аппроксимированы уравнением Хилла (1). Концентрации миозина, при которых скорость нитей уменьшалась вдвое (Смиозин), для желудочкового миозина при рСа 4 были равны 97,0 ± 1,5 нМ и 62,4 ± 1,2* нМ без фрагмента С0-С2 и при его добавлении соответственно; при рСа 6 эти значения были 95,4 ± 0,6 нМ и 76,7 ± 1,4 * нМ. Для предсердного миозина значения Смиозин при рСа 4 были равны 111,2 ± 1,2 нМ и 67,6 ± 1,3* нМ; при pCa 5,5 – 121,6 ± 1,3 нМ и 37,5 ± 0,5* нМ. Символом * обозначено значимое отличие величины Смиозин в присутствии фрагмента С0-С2 от такового при его отсутствии (р < 0,05)

Скачать (337KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Влияние С0-С2-фрагмента cMyBP-C на зависимость скорости скольжения F-актина (а и б) и регулируемых тонких нитей при pCa 4 (в и г) по предсердному (а, в) и желудочковому (б, г) миозину от концентрации ATP в in vitro подвижной системе. Экспериментальные данные (среднее значение ± стандартное отклонение) аппроксимированы уравнением Хилла (1). Значения СATP для зависимости скорости скольжения F-актина от концентрации ATP в ИПС по желудочковому миозину были равны 55,2 ± 0,1 мкМ и 6,5 ± 0,1* мкМ, а по предсердному – 42,8 ± 0,1 мкМ и 26,6 ± 0,1* мкМ без фрагмента С0-С2 и в его присутствии соответственно. Значения СATP для зависимости скорости скольжения тонких нитей от концентрации ATP по желудочковому миозину были равны 92,5 ± 2,5 мкМ и 86,4 ± 4,5 мкМ, а по предсердному миозину – 53,9 ± 0,5 мкМ и 56,2 ± 2,5 мкМ. Символом * обозначено отличие значения СATP в присутствии фрагмента С0-С2 от такового при его отсутствии (р < 0,05)

Скачать (285KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Влияние С0-С2-фрагмента cMyBP-C на зависимость скорости скольжения F-актина (а и в) и регулируемых тонких нитей при pCa 4 (б и г) по предсердному (а, б) и желудочковому (в, г) миозину от концентрации ADP в in vitro подвижной системе. Экспериментальные данные (среднее значение ± стандартное отклонение) для F-актина (а, б) и тонких нитей (г) с фрагментом С0-С2 аппроксимированы линейной функцией; экспериментальные данные для F-актина и тонких нитей без фрагмента С0-С2 с обеими изоформами миозина (а, в) и для тонких нитей с желудочковым миозином аппроксимированы логистической функцией (2). Значения СADP без фрагмента С0-С2 для зависимости скорости скольжения F-актина по предсердному миозину от концентрации ADP были равны 3,03 ± 0,35 мМ, для зависимости скорости тонких нитей – 3,46 ± 0,23 мМ. Значения СADP без фрагмента С0-С2 для зависимости скорости скольжения F-актина по желудочковому миозину от концентрации ADP были равны 1,84 ± 0,2 мМ; для тонких нитей значение СADP без фрагмента С0-С2 было равно 2,12 ± 0,15 мМ, а при его присутствии – 1,00 ± 0,25 мМ

Скачать (328KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Влияние ADP на кальциевую зависимость скорости скольжения тонких нитей по желудочковому (а) и предсердному (б) миозину в in vitro подвижной системе. Экспериментальные значения скоростей (среднее значение ± стандартное отклонение) аппроксимированы уравнением Хилла (1). Параметры уравнения Хилла представлены в табл. 3

Скачать (200KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024