Сезонная динамика активности антиоксидантных ферментов и фотоокислительных процессов у массовых видов макроводорослей Японского моря

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Изучены изменения активности ключевых антиоксидантных ферментов: супероксиддисмутазы, каталазы, глутатионредуктазы и аскорбатпероксидазы, а также изменения уровня перекисного окисления липидов и фотосинтетической активности у 5 массовых видов макроводорослей Японского моря в периоды их зимней и летней вегетации. Установлено, что для большинства исследуемых макрофитов внутригодовые показатели активности антиоксидантных ферментов являются максимальными в холодные месяцы и минимальными в теплое время года. Отмечен стабильно высокий уровень фотосинтеза с декабря по февраль у всех исследованных макроводорослей. Резкое повышение уровня перекисного окисления липидов и подавление фотосинтетической активности зарегистрированы у большинства исследованных видов в июле–августе. Сезонная динамика активности антиоксидантных ферментов и фотоокислительных процессов в тканях макрофитов обсуждается с точки зрения регуляции колебаниями освещенности и температуры воды в местообитании растений.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. С. Белоциценко

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: belotsitsenko_es@mail.ru
ORCID iD: 0009-0009-1852-8114
Россия, Владивосток 690041

И. М. Яковлева

Национальный научный центр морской биологии им. А.В. Жирмунского (ННЦМБ) ДВО РАН

Email: belotsitsenko_es@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-0299-6983
Россия, Владивосток 690041

Список литературы

  1. Кравченко А.О., Белоциценко Е.С., Яковлева И.М. и др. Сезонные изменения содержания фотосинтетических пигментов у красной водоросли Ahnfeltiopsis flabelliformis Японского моря // Изв. ТИНРО. 2011. Т. 166. С. 123–133.
  2. Ли Б.Д. Разделение, идентификация и количественное определение фотосинтетических пигментов макробентосных водорослей // Экологические аспекты фотосинтеза морских макроводорослей. Владивосток: ДВНЦ АН СССР, 1978. С. 38–54.
  3. Шилина М.В., Мусатова О.В., Ивановский В.В. Биометрия: учебно-методический комплекс. Витебск: Изд-во Витеб. гос. ун-та им. П.М. Машерова, 2011. 182 с.
  4. Яковлева И.М., Белоциценко Е.С. Антиоксидантный потенциал макроводорослей Японского моря // Биол. моря. 2017. Т. 43. № 5. С. 372–382.
  5. Alscher R.G., Erturk N., Health L.S. Role of superoxide dismutases (SODs) in controlling oxidative stress in plants // J. Exp. Bot. 2002. V. 53. P. 1331–1341. https://doi.org/10.1093/jexbot/53.372.1331
  6. Asada K. Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions // Plant Physiol. 2006. V. 141. P. 391–396. https://doi.org/10.1104/pp.106.082040
  7. Bischof K., Kräbs G., Wiencke C., Hanelt D. Solar ultraviolet radiation affects the activity of ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase-oxygenase and the composition of photosynthetic and xanthophyll cycle pigments in the intertidal green alga Ulva lactuca L. // Planta. 2002. V. 215. P. 502–509. https://doi.org/10.1007/s00425-002-0774-9
  8. Bischof K., Rautenberger R. Seaweed responses to environmental stress: reactive oxygen and antioxidative strategies // Seaweed biology. Ecol. Stud. 2012. V. 219. P. 109–132.
  9. Cruces E., Flores-Molina M.R., Díaz M.J. et al. Phenolics as photoprotective mechanism against combined action of UV radiation and temperature in the red alga Gracilaria chilensis? // J. Appl. Phycol. 2018. V. 30. P. 1247–1257. https://doi.org/10.1007/s10811-017-1304-2
  10. Cruces E., Rautenberger R., Cubillos V.M. et al. Interaction of photoprotective and acclimation mechanisms in Ulva rigida (Chlorophyta) in response to diurnal changes in solar radiation in Southern Chile // J. Phycol. 2019. V. 55. P. 1011–1027. https://doi.org/10.1111/jpy.12894
  11. Galindo V., Levasseur M., Mundy C.J. et al. Contrasted sensitivity of DMSP production to high light exposure in two Arctic under-ice blooms // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2016. V. 475. P. 38–48. https://doi.org/10.1016/j.jembe.2015.11.009
  12. Gambichler V., Zuccarello G.C., Karsten U. Seasonal changes in stress metabolites of native and introduced red algae in New Zealand // J. Appl. Phycol. 2021. V. 33. P. 1157–1170. https://doi.org/10.1007/s10811-020-02365-0
  13. Graiff A., Karsten U. Antioxidative properties of Baltic Sea keystone macroalgae (Fucus vesiculosus, Phaeophyceae) under ocean warming and acidification in a seasonally varying environment // Biology (Basel). 2021. V. 10. P. 13–30. https://doi.org/10.3390/biology10121330
  14. Granbom M., Pedersén M., Kadel P., Lüning K. Circadian rhythm of photosynthetic oxygen evolution in Kappaphycus alvarezii (Rhodophyta): dependence on light quantity and quality // J. Phycol. 2001. V. 37. P. 1020–1025.
  15. Heinrich S., Valentin K., Frickenhaus S., Wiencke C. Temperature and light interactively modulate gene expression in Saccharina latissima (Phaeophyceae) // J. Phycol. 2015. V. 51. № 1. P. 93–108. https://doi.org/10.1111/jpy.12255
  16. Jassby A.D., Platt T. Mathematical formulation of the relationship between photosynthesis and light for phytoplankton // Limnol. Oceanogr. 1976. V. 21. P. 540–547.
  17. Ji Y., Gao K. Effects of climate change factors on marine macroalgae: a review // Adv. Mar. Biol. 2021. V. 88. P. 91–136. https://doi.org/10.1016/bs.amb.2020.11.0
  18. Lalegerie F., Gager L., Stiger-Pouvreau V., Connan S. The stressful life of red and brown seaweeds on the temperate intertidal zone: effect of abiotic and biotic parameters on the physiology of macroalgae and content variability of particular metabolites // Adv. Bot. Res. 2020. V. 95. P. 247–287. https://doi.org/10.1016/bs.abr.2019.11.007
  19. Liu C., Zou D., Yang Y. et al. Temperature responses of pigment contents, chlorophyll fluorescence characteristics, and antioxidant defenses in Gracilariopsis lemaneiformis (Gracilariales, Rhodophyta) under different CO2 levels // J. Appl. Phycol. 2017. V. 29. P. 983–991. https://doi.org/10.1007/s10811-016-0971-8
  20. Lohrmann N.L., Logan B.A., Jonson A.S. Seasonal acclimatization of antioxidants and photosynthesis in Chondrus crispus and Mastocarpus stellatus, two co-occurring red algae with differing stress tolerances // Biol. Bull. 2004. V. 207. P. 225–232.
  21. Ma L.-H., Tian L., Wang Y-Q. et al. Physiological and transcriptome analysis of acclimatory response to cold stress in marine red alga Pyropia yezoensis // Algae. 2024. V. 39. № 1. P. 17–30. https://doi.org/10.4490/algae.2024.39.3.7
  22. Migné A., Duong G., Menu D. et al. Dynamics of Fucus serratus thallus photosynthesis and community primary production during emersion across seasons: canopy dampening and biochemical acclimation // Peer Community J. 2021. V. 1. Art. ID e32. https://doi.org/10.24072/pcjournal.42
  23. Rezayian M., Niknam V., Ebrahimzadeh H. Oxidative damage and antioxidative system in algae // Toxicol. Rep. 2019. V. 6. P. 1309–1313. https://doi.org/10.1016/j.toxrep.2019.10.001
  24. Sampath-Wiley P., Neefus C., Jahnke L.S. Seasonal effects of sun exposure and emersion on intertidal seaweed physiology: fluctuations in antioxidant contents, photosynthetic pigments and photosynthetic efficiency in the red algae Porphyra umbilicalis Kützing (Rhodophyta, Bangiales) // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2008. V. 361. P. 83–91.
  25. Sen S. Antioxidative defense in plants in response to seasonal environmental stress // Asian J. Sci. Technol. 2020. V. 11. № 3. P. 10849–10862.
  26. Shakhmatova O., Ryzhik I. Seasonal dynamics of catalase activity in Cystoseira crinita (Black Sea) and Fucus vesiculosus (Barents Sea) // Ecol. Chem. Eng. Soc. 2020. V. 27. P. 643–650.
  27. Yang J.J., Yu D.C., Ma Y.F. et al. Antioxidative defense response of Ulva prolifera under high or low-temperature stimulus // Algal Res. 2019. V. 44. Art. ID 101703. https://doi.org/10.1016/j.algal.2019.101703
  28. Zhu S., Gu D., Lu C. et al. Cold stress tolerance of the intertidal red alga Neoporphyra haitanensis // BMC Plant Biol. 2022. V. 22. Art. ID 114. https://doi.org/10.1186/s12870-022-03507-x

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Активность супероксиддисмутазы (СОД) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации 2005–2006 гг. и 2010 г. Здесь и на рис. 2 и 3 представлены среднеарифметические значения ± SD, n = 4–5; одинаковые надстрочные буквенные индексы показывают отсутствие статистически значимых внутригодовых различий между значениями исследуемого параметра в разные месяцы, при p <0.05 (ANOVA, Turkey HSD test); заглавные буквенные индексы использованы для Ulva lactuca, Costaria costata и Devaleraea stenogona, строчные – для Undaria pinnatifida и Tichocarpus crinitus.

Скачать (194KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Активность каталазы (КАТ) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации 2005–2006 гг. и 2010 г.

Скачать (215KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Активность глутатионредуктазы (ГР, 2005–2006 гг.) и аскорбатпероксидазы (АПО, 2010 г.) у макроводорослей б. Соболь (зал. Петра Великого, Японское море) в периоды зимней и летней вегетации.

Скачать (304KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2025