Катехин зеленого чая EGCG способен частично восстанавливать регуляцию мышечного сокращения тропонин-тропомиозиновым комплексом, нарушенную заменой Glu150Ala в гамма-тропомиозине

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Идентифицировано множество точечных мутаций в генах сократительных и регуляторных белков скелетных мышц, способных приводить к дисфункции мышечной ткани. Молекулярные механизмы мышечного сокращения в присутствии мутантных мышечных белков в саркомере остаются малоизученными. В представленной работе было исследовано влияние аминокислотной замены остатка глутамата на остаток аланина в позиции 150 (Glu150Ala) γ-тропомиозина, ассоциированной с кэп-миопатией и диспропорцией мышечных волокон человека, на молекулярные механизмы регуляции мышечного сокращения тропонин-тропомиозиновым комплексом в одиночном мышечном волокне. Считается, что остаток Glu150 тропомиозина не принимает непосредственного участия во взаимодействии тропомиозина с актином и миозином; однако, согласно структурным моделям тонких филаментов в условиях низкого уровня Са2+, этот остаток расположен вблизи участка связывания с С-концевым доменом тропонина I. Для оценки работы миозиновых головок в присутствии Glu150Ala-мутантного тропомиозина мы измерили поляризованную флуоресценцию зонда 1,5-IAEDANS, связанного с SH1-спиралью головки миозина. Полученные данные показали аномальное увеличение числа сильно связанных с актином головок миозина при расслаблении мышечного волокна, содержащего Glu150Ala-мутантный тропомиозин. Оказалось, что катехин зеленого чая EGCG, известный как модулятор функции тропонина, ингибирует преждевременный переход миозиновых головок в сильную форму связывания и таким способом ослабляет повреждающее влияние замены GluAla в γ-тропомиозине. Однако EGCG полностью не восстанавливает эффективное прохождение АТФазного цикла миозиновыми поперечными мостиками.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

М. В. Tишкова

Институт цитологии РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: mariiatiskova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург, 194064

О. Е. Карпичева

Институт цитологии РАН; Бостонский университет

Email: mariiatiskova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург, 194064; Бостон, 02118, США

Ю. С. Боровиков

Институт цитологии РАН

Email: mariiatiskova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург, 194064

С. В. Аврова

Институт цитологии РАН

Email: mariiatiskova@gmail.com
Россия, Санкт-Петербург, 194064

Список литературы

  1. Borejdo J., Putnam S. 1977. Polarization of fluorescence from single skinned glycerinated rabbit psoas fibers in rigor and relaxation. Biochim. Biophys. Acta. V. 459. P. 578. https://doi.org/10.1016/0005-2728(77)90056-1
  2. Borovikov Y.S., Gusev N.B. 1983. Effect of troponin-tropomyosin complex and Ca2+ on conformational changes in F-actin induced by myosin subfragment-1. Eur. J. Biochem. V. 136. P. 363. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1983.tb07750.x
  3. Borovikov Y.S. 1999. Conformational changes of contractile proteins and their role in muscle contraction. Int. Rev. Cytol. V. 189. Art. ID 267. https://doi.org/10.1016/S0074-7696(08)61389-3
  4. Borovikov Y.S., Dedova I.V., dos Remedios C.G., Vikhoreva N.N., Vikhorev P.G., Avrova S.V., Hazlett T.L., Van Der Meer B.W. 2004. Fluorescence depolarization of actin filaments in reconstructed myofibers: the effect of S1 or pPDM-S1 on movements of distinct areas of actin. Biophys. J. V. 86. P. 3020. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(04)74351-9
  5. Borovikov Y.S., Karpicheva O.E., Avrova S.V., Redwood C.S. 2009. Modulation of the effects of tropomyosin on actin and myosin conformational changes by troponin and Ca2+. Biochim. Biophys. Acta. V. 1794. P. 985. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2008.11.014
  6. Borovikov Y.S., Karpicheva O.E., Avrova S.V., Robinson P., Redwood C.S. 2009. The effect of the dilated cardiomyopathy-causing mutation Glu54Lys of alpha-tropomyosin on actin-myosin interactions during the ATPase cycle. Arch. Biochem. Biophys. V. 489. P. 20. https://doi.org/10.1016/j.abb.2009.07.018
  7. Borovikov Y.S., Avrova S.V., Rysev N.A., Sirenko V.V., Simonyan A.O., Chernev A.A., Karpicheva O.E., Piers A., Redwood C.S. 2015. Aberrant movement of β-tropomyosin associated with congenital myopathy causes defective response of myosin heads and actin during the ATPase cycle. Arch. Biochem. Biophys. V. 577. P. 11. https://doi.org/10.1016/j.abb.2015.05.002
  8. Borovikov Y.S., Karpicheva O.E., Simonyan A.O., Avrova S.V., Rogozovets E.A., Sirenko V.V., Redwood C.S. 2018. The primary causes of muscle dysfunction associated with the point mutations in Tpm3.12; conformational analysis of mutant proteins as a tool for classification of myopathies. Int. J. Mol. Sci. V. 19. Art. ID 3975. https://doi.org/10.3390/ijms19123975
  9. Borovikov Y.S., Rysev N.A., Karpicheva O.E., Sirenko V.V., Avrova S.V., Piers A., Redwood C.S. 2017. Molecular mechanisms of dysfunction of muscle fibres associated with Glu139 deletion in TPM2 gene. Sci. Rep. V. 7. Art. ID 16797. https://doi.org/10.1038/s41598-017-17076-9
  10. Botten D., Fugallo G., Fraternali F., Molteni C. 2013. A computational exploration of the interactions of the green tea polyphenol (-)-Epigallocatechin 3-Gallate with cardiac muscle troponin C. PLoS One. V. 8. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0070556
  11. Chakrawarti L., Agrawal R., Dang S., Gupta S., Gabrani R. 2016. Therapeutic effects of EGCG: a patent review. Expert. Opin. Ther. Pat. V. 26. P. 907. https://doi.org/10.1080/13543776.2016.1203419
  12. Claassen W.J., Baelde R.J., Galli R.A., de Winter J.M., Ottenheijm C.A.C. 2023. Small molecule drugs to improve sarcomere function in those with acquired and inherited myopathies. Am. J. Physiol. Cell. Physiol. V. 325. P. 60. https://doi.org/10.1152/ajpcell.00047.2023
  13. Clarke N.F. 2011. Congenital fiber-type disproportion. Semin. Pediatr. Neurol. V. 18. P. 264. https://doi.org/10.1016/j.spen.2011.10.008
  14. Gordon A.M., Homsher E., Regnier M. 2000. Regulation of contraction in striated muscle. Physiol. Rev. V. 80. P. 853. https://doi.org/10.1152/physrev.2000.80.2.853
  15. Hassoun R., Budde H., Mannherz H.G., Lódi M., Fujita-Becker S., Laser K.T., Gärtner A., Klingel K., Möhner D., Stehle R., Sultana I., Schaaf T., Majchrzak M., Krause V., Herrmann C. et al. 2021. De novo missense mutations in TNNC1 and TNNI3 causing severe infantile cardiomyopathy affect myofilament structure and function and are modulated by troponin targeting agents. Int. J. Mol. Sci. V. 22. Art. ID 9625. https://doi.org/10.3390/ijms22179625
  16. Hsu P.J., Wang H.D., Tseng Y.C., Pan S.W., Sampurna B.P., Jong Y.J., Yuh C.H. 2021. L-Carnitine ameliorates congenital myopathy in a tropomyosin 3 de novo mutation transgenic zebrafish. J. Biomed. Sci. V. 28. P. 8. https://doi.org/10.1186/s12929-020-00707-1
  17. Kakol I., Borovikov Y.S., Szczesna D., Kirillina V.P., Levitsky D.I. 1987. Conformational changes of F-actin in myosin-free ghost single fiber induced by either phosphorylated or dephosphorylated heavy meromyosin. Biochim. Biophys. Acta. V. 913. P. 1. https://doi.org/10.1016/0167-4838(87)90225-1
  18. Karpicheva O.E., Simonyan A.O., Kuleva N.V., Redwood C.S., Borovikov Y.S. 2016. Myopathy-causing Q147P TPM2 mutation shifts tropomyosin strands further towards the open position and increases the proportion of strong-binding cross-bridges during the ATPase cycle. Biochim. Biophys. Acta. V. 1864. P. 260. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2015.12.004
  19. Lehman W., Rynkiewicz M.J. 2023. Troponin-I-induced tropomyosin pivoting defines thin-filament function in relaxed and active muscle. J. Gen. Physiol. V. 155. https://doi.org/10.1085/jgp.202313387
  20. Llinas P., Isabet T., Song L., Ropars V., Zong B., Benisty H., Sirigu S., Morris C., Kikuti C., Safer D., Sweeney H.L., Houdusse A. 2015. How actin initiates the motor activity of Myosin. Dev. Cell. V. 33. P. 401. https://doi.org/10.1085/jgp.202313387
  21. Lorenz M., Poole K.J.V., Popp D., Rosenbaum G., Holmes K.C. 1995. An atomic model of the unregulated thin filament obtained by X-ray fiber diffraction on oriented actin-tropomyosin gels. J. Mol. Biol. V. 246. P. 108. https://doi.org/10.1006/jmbi.1994.0070
  22. Malfatti E., Lehtokari V.L., Böhm J., De Winter J.M., Schäffer U., Estournet B., Quijano-Roy S., Monges S., Lubieniecki F., Bellance R., Viou M.T., Madelaine A., Wu B., Taratuto A.L., Eymard B. et al. 2014. Muscle histopathology in nebulin-related nemaline myopathy: ultrastrastructural findings correlated to disease severity and genotype. Acta Neuropathol. Commun. V. 2. P. 44. https://doi.org/10.1186/2051-5960-2-44
  23. Margossian S., Lowey S. 1982. Preparation of myosin and its subfragments from rabbit skeletal muscle. Methods Enzymol. V. 85. P. 55. https://doi.org/10.1016/0076-6879(82)85009-X
  24. Matyushenko A.M., Nefedova V.V., Shchepkin D.V., Kopylova G.V., Berg V.Y., Pivovarova A.V., Kleymenov S.Y., Bershitsky S.Y., Levitsky D.I. 2020. Mechanisms of disturbance of the contractile function of slow skeletal muscles induced by myopathic mutations in the tropomyosin TPM3 gene. FASEB J. V. 34. Art. ID 13507. https://doi.org/10.1096/fj.202001318R
  25. Marston S., Memo M., Messer A., Papadaki M., Nowak K., McNamara E., Ong R., El-Mezgueldi M., Li X., Lehman W. 2013. Mutations in repeating structural motifs of tropomyosin cause gain of function in skeletal muscle myopathy patients. Hum. Mol. Genet. V. 22. P. 4978. https://doi.org/10.1093/hmg/ddt345
  26. Marttila M., Lemola E., Wallefeld W., Memo M., Donner K., Laing N.G., Marston S., Grönholm M., Wallgren-Pettersson C. 2012. Abnormal actin binding of aberrant β-tropomyosins is a molecular cause of muscle weakness in TPM2-related nemaline and cap myopathy. Biochem J. V. 442. P. 231. https://doi.org/10.1042/BJ20111030
  27. Moore J.R., Campbell S.G., Lehman W. 2016. Structural determinants of muscle thin filament cooperativity. Arch. Biochem. Biophys. V. 594. P. 8. https://doi.org/10.1016/j.abb.2016.02.016
  28. Moraczewska J. 2020. Thin filament dysfunctions caused by mutations in tropomyosin Tpm3. 12 and Tpm1. J. Muscle Res. Cell Motil. V. 41. P. 39. https://doi.org/10.1007/s10974-019-09532-y
  29. North K.N., Wang C.H., Clarke N., Jungbluth H., Vainzof M., Dowling J.J., Amburgey K., Quijano-Roy S., Beggs A.H., Sewry C., Laing N.G., Bönnemann C.G. 2014. Approach to the diagnosis of congenital myopathies. Neuromuscul. Disord. V. 24. P. 97. https://doi.org/10.1016/j.nmd.2013.11.003
  30. Okamoto Y., Sekine T. 1985. A streamlined method of subfragment one preparation from myosin. J. Biochem. V. 98. P. 1143. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.jbchem.a135365
  31. Oosawa F., Fujime S., Ishiwata S. I., Mihashi K. 1973. Dynamic property of F-actin and thin filament. Cold Spring Harbor Symposia on Quantitative Biology. V. 37. P. 277. 10.1101/SQB.1973.037.01.038' target='_blank'>https://doi: 10.1101/SQB.1973.037.01.038
  32. Popp D., Maeda Y., Stewart A. A., Holmes K. C. 1991. X-ray diffraction studies on muscle regulation. Adv. Biophys. V. 27. P. 89. 10.1016/0065-227x(91)90010-b' target='_blank'>https://doi: 10.1016/0065-227x(91)90010-b
  33. Potter J.D. 1982. Preparation of troponin and its subunits. Methods Enzymol. V. 85. P. 241. https://doi.org/10.1016/0076-6879(82)85024-6
  34. Roopnarine O., Thomas D.D. 1996. Orientation of intermediate nucleotide states of indane dione spin-labeled myosin heads in muscle fibers. Biophys. J. V. 70. P. 2795. https://doi.org/10.1016/S0006-3495(96)79849-1
  35. Sakuma A., Kimura-Sakiyama C., Onoue A., Shitaka Y., Kusakabe T., Miki M. 2006. The second half of the fourth period of tropomyosin is a key region for Ca(2+)-dependent regulation of striated muscle thin filaments. Biochemistry. V. 45. P. 9550. https://doi.org/10.1021/bi060963w
  36. Sewry C.A., Wallgren‐Pettersson C. 2017. Myopathology in congenital myopathies. Neuropathol. Appl. Neurobiol. V. 43. P. 5. https://doi.org/10.1111/nan.12369
  37. Spudich J.A., Watt S. 1971. The regulation of rabbit skeletal muscle contraction. J. Biol. Chem. V. 246. P. 4866. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)62016-2
  38. Tadano N., Du C.K., Yumoto F., Morimoto S., Ohta M., Xie M.F., Nagata K., Zhan D.Y., Lu Q.W., Miwa Y., Takahashi-Yanaga F., Tanokura M., Ohtsuki I., Sasaguri T. 2010. Biological actions of green tea catechins on cardiac troponin C. Br. J. Pharmacol. V. 161. P. 1034. https://doi.org/10.1111/j.1476-5381.2010.00942.x
  39. Vibert P., Craig R., Lehman W. 1997. Steric-model for activation of muscle thin filaments. J. Mol. Biol. V. 266. P. 8. https://doi.org/10.1006/jmbi.1996.0800
  40. Yanagida T., Oosawa F. 1978. Polarized fluorescence from epsilon-ADP incorporated into F-actin in a myosin-free single fiber: Conformation of F-actin and changes induced in it by heavy meromyosin. J. Mol. Biol. V. 126. P. 507. https://doi.org/10.1016/0022-2836(78)90056-6

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Контрольная электрофореграмма связывания Glu150Ala-мутантного тропомиозина (Glu150Ala Тпм) с актином. Из мышечных волокон (дорожка 1) были экстрагированы миозин и регуляторные белки для получения теневых волокон, тонкие филаменты в которых были реконструированы тропомиозином (дорожка 3), а затем тропонином. Изолированные тропомиозин и актин показаны на дорожках 2 и 4 соответственно.

Скачать (92KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Влияние замены Glu150Ala в тропомиозине на значение угла ориентации диполей излучения ΦE S1-AEDANS в мышечных волокнах, содержащих регулируемые тонкие филаменты, в отсутствие и в присутствии ингибитора тропонина EGCG. Измерения проводили при низкой (10–8 М) и высокой (10–5 М) концентрации ионов Са2 в отсутствие нуклеотидов (+ Тропонин) и в присутствии АДФ и АТФ. Изменения значений ФЕ между мышечными волокнами, содержащими тропомиозин дикого типа (WT-тропомиозин) и тропомиозин с заменой Glu150Ala (Glu150Ala-тропомиозин) (*), а также между мышечными волокнами, содержащими тропомиозин с заменой Glu150Ala в отсутствие и в присутствии EGCG (#) достоверны при P < 0.05.

Скачать (74KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Влияние замены Glu150Ala в тропомиозине на количество дезориентированных флуорофоров 1,5-IAEDANS, связанных с SH1-спиралью миозина (N) в мышечных волокнах, содержащих регулируемые тонкие филаменты, в отсутствие и в присутствии ингибитора тропонина EGCG. Измерения проводили при низкой (10–8 М) и высокой (10–5 М) концентрации ионов Са2 в отсутствии нуклеотидов (+ Тропонин) и в присутствии АДФ и АТФ. Изменения значений N между мышечными волокнами, содержащими тропомиозин дикого типа (WT-тропомиозин) и тропомиозин с заменой Glu150Ala (Glu150Ala-тропомиозин) (*), а также между мышечными волокнами, содержащими тропомиозин с заменой Glu150Ala в отсутствие и в присутствии EGCG (#) достоверны при P < 0.05.

Скачать (92KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024